INTRODUCCIÓN
⌅El funcionamiento adecuado y salud de los ecosistemas depende del estado de conservación de todos sus componentes bióticos y abióticos y la interacción entre los mismos de forma armónica y sostenible garantizando los servicios que brindan. En la diversidad de componentes bióticos que contribuyen de forma positiva en el estado de los ecosistemas se encuentran los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA). Los HMA son microorganismos que establecen simbiosis mutualistas con las raíces de más del 80% de las plantas (Brundrett, 2009Brundrett MC. 2009. Mycorrhizal associations and other means of nutrition of vascular plants: understanding the global diversity of host plants by resolving conflicting information and developing reliable means of diagnosis. Plant and Soil. 320: 37-77.); incrementan el área de absorción de la raíz hasta 100 veces (Smith y Read, 1997Smith SE, Read DJ. 1997. Mycorrhizal Symbiosis. Academic Press Ltd., London.) proporcionándole a las plantas una mejor nutrición, comunicación entre las plantas a través de la red hifal que se forma debajo en el suelo, incremento en la resistencia a la sequía (Osonobi et al., 1992Osonobi O, Bakare ON, Mulongoy K. 1992. Interactions between drought stress and vesicular arbuscular mycorrhiza on the growth of Faidherbia albida (syn. Acacia albida) and A. nilotica in sterile and no sterile soils. Biology and Fertility of Soils 14: 159-165.) y el mantenimiento y mejoramiento del suelo con la formación de conglomerados que actúan evitando la erosión y favoreciendo la retención de agua y de nutrientes. También intervienen de forma importante en el proceso que protege a las plantas contra los patógenos (Carreón et al., 2008Carreón Abud Y, Gómez Dorantes N, Martínez Trujillo M. 2008. Las micorrizas arbusculares en la protección vegetal. Biológicas. 10: 60-70.).
El Sistema Nacional de áreas protegidas de Cuba (SNAP) está constituido por 231 áreas, 4 Reservas Naturales (RN), 14 Parques Nacionales (PN), 34 Reservas Ecológicas (RE), 39 Elementos Naturales Destacados (END), 93 Refugios de Vida Silvestre (RVS), 28 Paisajes Naturales Protegidos (PNP) y 19 Áreas protegidas de recursos manejados (APRM). De ellas 144 declaradas por el Consejo de Ministros siendo de significación nacional y considerándose Patrimonio Natural de la Nación (Articulo 37. Sección Tercera de la declaración de las áreas protegidas. Decreto Ley No. 83. 2024Decreto Ley No. 83. 2024. Cuba: Gaceta Extraordinaria No. 23. Emisor: Consejo de Estado. Del Sistema Nacional de Áreas Protegidas. Disponible en: https://legaliscuba.org/normativa/decreto-ley-83-de-2024-de-consejo-de-estado (consultado: julio de 2024)).
Cada 5 años se elabora el Plan del SNAP que constituye la estrategia general de implementación del SNAP. Este plan sirve de marco de referencia, para el desarrollo de los Planes de Sistemas Provinciales y Planes de Manejo de las Áreas Protegidas (AP). En el mismo se definen actividades para representar y proteger los valores más significativos de la biodiversidad y elementos culturales asociados y el mantenimiento de los servicios ecosistémicos dentro del SNAP.
En dicho plan, se han realizado estudios de vacío de numerosas especies y ecosistemas, sin embargo, nunca se ha ejecutado un análisis de representatividad de especies de micorrizas. Esto a conllevado a que, en los planes de manejo de las áreas, no se indique la presencia de dichas especies por desconocimiento. El objetivo del trabajo es realizar por primera vez el análisis de presencia de HMA en el sistema nacional de áreas protegidas de Cuba.
MATERIALES Y MÉTODOS
⌅Para el presente estudio se utilizó las bases de datos de especies de hongos micorrizógenos arbusculares creadas en el laboratorio por investigadores y actualizadas hasta el 2023 mediante la revisión de las publicaciones e informes científicos generados como resultados de los diferentes proyectos de investigación, donde el Instituto de Ecología y Sistemática se destaca y lidera en estos estudios. También se revisaron las páginas web IndexfungorumIndexfungorum. 2024: https://www.indexfungorum.org/names/Names.asp (consultado: julio de 2024) (https://www.indexfungorum.org/names/Names.asp), GBIFGBIF. 2024. Disponible en: https://www.gbif.org/es/ (consultado: julio de 2024) (https://www.gbif.org/es/) y Hongos de CubaHongos de Cuba. 2024. Disponible en: http://www.cybertruffle.org.uk/cubafung/esp/ (consultado: julio de 2024) (http://www.cybertruffle.org.uk/cubafung/esp/).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
⌅El análisis sobre la presencia en el SNAP de las especies de HMA identificados en Cuba, muestra como resultado 63 especies de HMA (68.5% del total en el país) distribuidas en 27 localidades, de las cuales seis son áreas protegidas (Tabla 1). Dichas especies están presentes además en ecosistemas que difieren en sus características: arenas blancas, bosques semicaducifolios, siempreverde, micrófilo, semideciduo periódicamente inundado y suelos ferralíticos rojo.
Según reportes de Wijayawardene et al. (2020)Wijayawardene NN, Hyde KD, Al-Ani LKT, Tedersoo L. 2020. Outline of Fungi and fungus-like taxa. Mycosphere. 11: 1060-1456. y Goto y Jobim (2021)Goto BT, Jobim K. 2021. Laboratório de Biologia de Micorrizas. Disponible en: http://glomeromycota.wixsite.com/lbmicorrizas (consultado: agosto 2020). se reconocen a nivel mundial la identificación de 330 especies de HMA en Glomeromycota, las 92 especies identificadas en Cuba representan el 27.8% del total reportado mundialmente. Tener representado aproximadamente un tercio de las especies de HMA reportadas en el mundo con la gran variedad de ecosistemas que existen, expone la gran riqueza de especies que tenemos en nuestro país, y puede ser mayor al intensificar los estudios de identificación en la zona oriental. Estos resultados en su mayoría son de las provincias occidentales, teniendo en cuenta las áreas protegidas que son de vital importancia para la ecología y la diversidad biológica.
| Provincias | Áreas Protegidas | Status de aprobación |
|---|---|---|
| Pinar del Río | Refugio de Vida Silvestre San Ubaldo- Sabanalamar (RVS). | AP Patrimonio Natural de la Nación (declarada) |
| Artemisa | Área Protegida de Recurso Manejados Reserva de la Biosfera Sierra del Rosario (APRM) | AP Patrimonio Natural de la Nación (declarada) |
| Reserva Natural Las Peladas (RN) | AP Patrimonio Natural de la Nación (declarada) | |
| Reserva Ecológica El Salón (RE) | AP Patrimonio Natural de la Nación (declarada) | |
| Matanzas | Área Protegida de Recurso Manejados Península de Zapata (APRM) | AP Patrimonio Natural de la Nación (declarada) |
| Isla de la Juventud | Reserva Ecológica Los Indios (RE) | AP Patrimonio Natural de la Nación (declarada) |
La presencia de 63 especies en AP garantiza a su vez un porcentaje elevado (68.5%) de conservación de HMA. Aunque hasta el momento no se mencionan ni se dispone de un plan de manejo específico para las micorrizas, que es muy necesario por sus funciones en la interface raíz-suelo, estas se benefician indirectamente con los diseños para la conservación y rehabilitación de áreas, suelos y especies de plantas (Carrillo et al., 2022Carrillo Saucedo, Silvia Margarita, Puente Rivera, Jonathan, Montes Recinas, Saraí, Cruz Ortega, Rocío. 2022. Las micorrizas como una herramienta para la restauración ecológica. Acta Botánica Mexicana. 129: e1932. DOI: http://doi.org/10.21829/abm129.2022.1932.). Un plan de manejo para los HMA garantizaría una rápida recuperación, rehabilitación y conservación de especies vegetales con categorías de amenaza y mejoras considerables de las propiedades de los suelos que conllevan a la rehabilitación de ecosistemas degradados.
De las 63 especies de HMA que se localizan en áreas protegidas, 28 especies (44.4%) están presente en una sola área protegida (Fig. 1, Tabla 2) y 35 especies (55.6%) en más de un área protegida, lo que nos indica que las especies que se encuentran en una sola área, sea protegida o no, podrían estar en alguna situación de pérdida de ocurrir eventos de riesgos que comprometan la conservación de la zona en cuestión (e.g., incendios).
| Áreas Protegidas | Especies |
|---|---|
| APRM RB | Archaeospora myriocarpa (Spain, Sieverd. & N.C. Schenck) Oehl, G.A. Silva, B.T. Goto & Sieverd. |
| Sierra del Rosario | Archaeospora schenckii (Sieverd. & S. Toro) C. Walker & A. Schüßler |
| Claroideoglomus etunicatum (W.N. Becker & Gerd.) C. Walker & A. Schüßler | |
| Dentiscutata scutata (C. Walker & Dieder.) Sieverd., F.A. Souza & Oehl. Entrophospora infrequens (I.R. Hall) R.N. Ames & R.W. Schneid. | |
| Halonatospora pansihalos (S.M. Berch & Koske) Błaszk., Niezgoda, B.T. Goto & Kozłowska | |
| Sclerocystis microcarpum S.H. Iqbal & Perveen | |
| APRM | Acaulospora excavata Ingleby & C. Walker |
| Península de Zapata | Acaulospora tuberculata Janos & Trappe |
| Claroideoglomus lamellosum (Dalpé, Koske & Tews) C. Walker & A. Schüßler | |
| Glomus ambisporum G.S. Sm. & N.C. Schenck | |
| Glomus rubiforme (Gerd. & Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck | |
| Oehlia diaphana (J.B. Morton & C. Walker) Błaszk., Kozłowska, Niezgoda, B.T. Goto & Dalpé | |
| Septoglomus viscosum (T.H. Nicolson) C. Walker, D. Redecker, Stille & A. Schüßler | |
| RFM | Acaulospora mellea Spain & N.C. Schenck |
| San Ubaldo- | Acaulospora morrowiae Spain & N.C. Schenck [as 'morrowae'] |
| Ambispora callosa (Sieverd.) C. Walker, Vestberg & A. Schüßler | |
| Dominikia achra (Błaszk., D. Redecker, Koegel, Schützek, Oehl & Kovács) Błaszk., Chwat & Kovács | |
| Fuscutata heterogama Oehl, F.A. Souza, L.C. Maia & Sieverd. | |
| Rhizophagus clarus (T.H. Nicolson & N.C. Schenck) C. Walker & A. Schüßler | |
| Scutellospora aurigloba (I.R. Hall) C. Walker & F.E. Sanders | |
| Septoglomus desertícola (Trappe, Bloss & J.A. Menge) G.A. Silva, Oehl & Sieverd. | |
| RE El Salón | Glomus magnicaule I.R. Hall |
| Funneliformis monosporus (Gerd. & Trappe) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. | |
| Rhizophagus fasciculatus (Thaxt.) C. Walker & A. Schüßler | |
| RE Las Peladas | Sclerocystis microcarpus S.H. Iqbal & Perveen |
| RE Los Indios | Cetraspora gilmorei (Trappe & Gerd.) Oehl, F.A. Souza & Sieverd. |
| Gigaspora calospora (T.H. Nicolson & Gerd.) Gerd. & Trappe 1974 |
Las localidades de áreas protegidas con mayor representación de especies de HMA son las APRM Sierra del Rosario (31 especies) y Península de Zapata (25 especies). En el caso de Sierra del Rosario se deben tener en cuenta para sumar, las especies presentes en las áreas núcleos del APRM RB Sierra del Rosario, la RN Las Peladas con 15 especies y la RE El Salón con 15 especies (Fig. 2, Tabla 3).
| Especies | SUS | SR | LP | ES | PZ | LI |
|---|---|---|---|---|---|---|
| Acaulospora appendicola Spain, Sieverding & Schenck | x | x | ||||
| Acaulospora excavata Ingleby & C.Walker | x | |||||
| Acaulospora foveata Trappe & Janos | x | x | ||||
| Acaulospora laevis Gerd. & Trappe | x | x | ||||
| Acaulospora longula Spain & Schenck | x | x | ||||
| Acaulospora mellea Spain & N.C. Schenck | x | |||||
| Acaulospora morrowiae Spain & N.C. Schenck | x | |||||
| Acaulospora myriocarpa Spain, Sieverding & Schenck | x | |||||
| Acaulospora rehmii Sieverding & Toro | x | x | ||||
| Acaulospora scrobiculata Trappe | x | x | x | |||
| Acaulospora spinosa Walker et Trappe | x | x | x | |||
| Acaulospora trappeii Ames & Linderman | x | |||||
| Acaulospora tuberculata Janos & Trappe | x | |||||
| Ambispora appendicula (Spain, Sieverd. & N.C. Schenck) C. Walker | x | |||||
| Ambispora callosa C. Walker | x | |||||
| Archaeospora schenckii (Sieverd. & S. Toro) C. Walker & A. Schüßler | x | |||||
| Archaeospora trapeii (R.N. Ames & Linderman) J.B. Morton & D. Redecker emend. Spain | x | |||||
| Cetraspora gilmorei (Trappe & Gerd.) Oehl, F.A. Souza & Sieverd. | x | |||||
| Claroideoglomus etunicatum (W.N. Becker & Gerd.) C. Walker & A. Schüssler | x | |||||
| Claroideoglomus lamellosum (Dalpé, Koske & Tews) C. Walker & A. Schüssler | x | |||||
| Diversispora spurca (C.M. Pfeiff., C. Walker & Bloss) C. Walker & A. Schüssler | x | x | ||||
| Dentiscutata scutata (C. Walker & Dieder.) Sieverd., F.A. Souza & Oehl. | x | |||||
| Dominikia achra (Błaszk., D. Redecker, Koegel, Schützek, Oehl & Kovács) Błaszk., Chwat & Kovács | x | |||||
| Entrophospora infrequens (Hall) Ames & Schneider | x | |||||
| Funneliformis geosporus (T.H. Nicolson & Gerd.) C. Walker & A. Schüssler | x | x | x | |||
| Funneliformis halonatus (S.L. Rose & Trappe) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. | x | x | ||||
| Funneliformis monosporus (Gerd. & Trappe) Oehl, G.A. Silva & Sieverd. | x | |||||
| Funneliformis mosseae (T.H. Nicolson & Gerd.) C. Walker & A. Schüssler | x | x | ||||
| Fuscutata heterogama Oehl, F.A. Souza, L.C. Maia & Sieverd | x | |||||
| Gigaspora calospora (Nicol. et Gerd.) Gerd. et Trappe | x | |||||
| Gigaspora decipiens I.R. Hall & L.K. Abbott | x | x | ||||
| Gigaspora margarita Becker & Hall | x | x | ||||
| Glomus ambisporum G.S. Sm. & N.C. Schenck | x | |||||
| Glomus brohultii R.A. Herrera, Ferrer & Sieverd. | x | x | x | |||
| Glomus clavisporum (Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck | x | x | x | x | ||
| Glomus coremioides (Berk. & Broome) D. Redecker & J.B. Morton, in Redecker, Morton & Bruns | x | x | x | |||
| Glomus crenatum Furrazola, Ferrer, R.A. Herrera & B.T. Goto | x | x | ||||
| Glomus macrocarpum Tul & C. Tul. | x | x | ||||
| Glomus magnicaule I.R. Hall | x | |||||
| Glomus microcarpum Tul. & C. Tul. [as 'microcarpus'] | x | x | x | |||
| Glomus monosporum (Gerd. & Trappe [as 'monosporus'] | x | |||||
| Glomus mortonii Bentivenga & Hetrick | x | x | ||||
| Glomus pachycaule (C.G. Wu & Z.C. Chen) Sieverd. & Oehl | x | x | ||||
| Glomus pansihalos Berch & Koske | x | |||||
| Glomus rubiforme (Gerd. & Trappe) R.T. Almeida & N.C. Schenck | x | |||||
| Glomus sinuosum (Gerd. & B.K. Bakshi) R.T. Almeida & N.C. Schenck | x | x | x | x | ||
| Kuklospora kentinensis (C.G. Wu & Y.S. Liu) Oehl & Sieverd. | x | x | ||||
| Oehlia diaphana (J.B. Morton & C. Walker) Błaszk., Kozłowska, Niezgoda, B.T. Goto & Dalpé | x | |||||
| Paraglomus occultum (C. Walker) J.B. Morton & D. Redecker | x | x | x | |||
| Rhizoglomus intraradices (N.C. Schenck & G.S. Sm.) Sieverd., G.A. Silva & Oehl | x | x | ||||
| Rhizoglomus microaggregatum (Koske, Gemma & P.D. Olexia) Sieverd., G.A. Silva & Oehl | x | x | ||||
| Rhizophagus aggregatus (N.C. Schenck & G.S. Sm.) C. Walker | x | x | ||||
| Rhizophagus clarus (T.H. Nicolson & N.C. Schenck) C. Walker & A. Schüßler | x | |||||
| Rhizophagus fasciculatus (Thaxt.) C. Walker & A. Schüßler | x | |||||
| Sclerocystis microcarpus Iqbal & Bushra | x | x | ||||
| Sclerocystis pachycaulis Wu & Chen | x | x | ||||
| Sclerocystis rubiformis Gerdemann & Trappe | x | x | x | |||
| Scutellospora alborosea (Ferrer & R.A. Herrera) C. Walker & F.E. Sanders | x | x | ||||
| Scutellospora aurigloba (I.R. Hall) C. Walker & F.E. Sanders | x | |||||
| Scutellospora minuta (Ferr. & Herr.) Walker & Sanders | x | x | ||||
| Septoglomus constrictum (Trappe) Sieverd., G.A. Silva & Oehl | x | x | ||||
| Septoglomus deserticola (Trappe, Bloss & J.A. Menge) G.A. Silva, Oehl & Sieverd | x | |||||
| Septoglomus viscosum (T.H. Nicolson) C. Walker, D. Redecker, Stille & A. Schüßler | x |
CONCLUSIONES
⌅El estudio constituye el primer análisis sobre presencia de HMA en el SNAP, existen 63 especies de HMA presentes en seis áreas protegidas. Sin embargo, en sentido general es poca o nula la información de estos grupos en las áreas protegidas, por lo que no se reflejan en los planes de manejo de cada área los listados de especies, ni las acciones de investigación y monitoreo para la conservación de este grupo dentro del SNAP. Entonces, se hace necesario dado el vacío de información existente en este grupo, continuar desarrollando proyectos nacionales e internacionales que apoyen la investigación y el manejo de estas especies. Dedicar en próximas ediciones del Plan del SNAP un análisis actualizado de otras especies de este grupo con categorías de amenazas. Se deberá aumentar las expediciones en las áreas protegidas declaradas con el fin de obtener una mayor información y con ello poder lograr el mejor manejo de las especies dentro del SNAP. Realizar recolectas de en las áreas protegidas de mayor significación.